Zapomniane choroby odkleszczowe o wysokim potencjale ekspansywności
Niebieska okładka tomu 32 numer 2 z 2025 z żółtymi literami
PDF

Słowa kluczowe

choroby odkleszczowe
anaplazmoza
babeszjoza
bartoneloza
tularemia
epidemiologia
objawy kliniczne
diagnostyka
profilaktyka
leczenie

Jak cytować

Zapomniane choroby odkleszczowe o wysokim potencjale ekspansywności. (2025). Review of Medical Practice, 31(2), 39-51. https://doi.org/10.26399/rmp.v31.2.2025/a.lewczuk/r.gryczewski/s.chwal/m.szczygiel/

Abstrakt

Zapomniane choroby odkleszczowe o wysokim potencjale ekspansywności Lewczuk A., Gryczewski r., Chwal S., Szczygieł M., Korzańska G., Niciak R., Woszczyk D., Werner A. 1 Studenckie Towarzystwo Naukowe Uniwersytetu Medycznego im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu, 2 Studenckie Koło Naukowe Medycyny Tropikalnej, Pracownia Chorób Tropikalnych i Pasożytniczych, Uniwersytet Medyczny im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu, 3 Zakład Biologii i Parazytologii Lekarskiej, Instytut Biostrukturalnych Podstaw Nauk Medycznych Uniwersytetu Medycznego im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu Choroby przenoszone przez kleszcze stanowią grupę wyjątkowych zakażeń o sukcesywnie poszerzającym się zasięgu rozprzestrzeniania geograficznego, niezwykle różnorodnej, często mało charakterystycznej ekspresji klinicznej oraz narastającej patogenności dla organizmu człowieka. Ze względu na promowanie aktywnego stylu życia, związanego z aktywnością turystyczną i rekreacyjną w naturalnym środowisku przyrodniczym, często na terenach zalesionych, obszarach bujnych łąk i dzikich pastwisk, zwiększa się zagrożenie związane z przypadkową transmisją odkleszczowych patogenów do organizmu człowieka. Z drugiej strony, zwiększająca się długość życia, często towarzyszące choroby o charakterze przewlekłym, obniżające sprawność układu odpornościowego, a także stosowane terapie immunosupresyjne lub immunomodulacyjne są czynnikami zwiększającymi w istotny sposób ryzyko rozwoju cięższych objawów chorobowych i odległych następstw klinicznych tych rzadko podejrzewanych zarażeń. Anaplazmoza Czynnik etiologiczny Ludzka anaplazmoza (HGA), nazywana dawniej ehrlichiozą granulocytarną, jest chorobą zakaźną, wywoływaną przez drobnoustroje z gatunku Anaplasma phagocytophilum (dawniej Ehrlichia phagocytophilum). Są to Gram– bakterie, będące obligatoryjnymi pasożytami wewnątrzkomórkowymi, wykazujące tropizm do granulocytów obojętnochłonnych człowieka. Cykl rozwojowy Choroba ta może rozwijać się zarówno u ludzi, jak i zwierząt. Zakażenia zanotowano u licznych gatunków zwierząt domowych oraz dzikich. Przypadki śmiertelne obserwowano m.in. wśród owiec, bydła, reniferów, jeleni, łosi, psów i ludzi. Najczęściej do wystąpienia HGA przyczynia się ukłucie przez kleszcza z rodzaju Ixodes. Zarówno w Polsce, jak i w Europie jest to zwykle I. ricinus. Stwierdzono również obecność A. phagocytophilum u innych gatunków kleszczy występujących w Europie, takich jak I. hexagonus, I. trianguliceps czy I. persulcatus. Szczepy bakterii patogenne dla człowieka mogą być przenoszone za pośrednictwem kleszczy w wyniku transmisji od koni, psów, niektórych gatunków przeżuwaczy, jeży, lisów czy też dzików. Do zakażenia może również dojść drogą przezłożyskową, w wyniku transfuzji krwi od osoby chorej czy przez kontakt z mięsem zakażonych zwierząt – są to jednak przypadki rejestrowane sporadycznie. Epidemiologia Obszarami endemicznego występowania HGA na świecie jest północno-wschodnia i północno-środkowa część Stanów Zjednoczonych oraz Kalifornia. Natomiast pierwszy przypadek zachorowania w Europie zarejestrowano w Słowenii w 1995 r. Zachorowalność na HGA cechuje się sezonowością; najwięcej przypadków odnotowuje się w okresie od kwietnia do października, co związane jest z występowaniem warunków atmosferycznych sprzyjających zakażeniom. Szczególnym ryzykiem zachorowania obarczeni są ludzie mieszkający na wsi, myśliwi, leśnicy, rolnicy oraz osoby uprawiające sport na łonie natury. W Europie HGA występuje znacznie rzadziej aniżeli w USA. Fakt ten nie wynika z różnic w występowaniu A. phagocytophilum wśród kleszczy rodzaju Ixodes – w obu przypadkach jest to mniej więcej 3%. W Europie szacunkowo stwierdzono do tej pory ok. 300 przypadków zachorowań na HGA u ludzi. Jest to niewątpliwie stosunkowo niewiele, patrząc na powszechność występowania patogenu powodującego tę chorobę zarówno wśród kleszczy, jak i wśród zwierząt, ponieważ HGA jest najczęściej występującą chorobą odkleszczową w Europie. Może to wynikać z często bezobjawowego przebiegu HGA. Przypadki choroby odnotowuje się często w Austrii, Belgii, Chorwacji, Czechach, Francji, Holandii, Niemczech, Norwegii, Portugalii, Polsce, Słowacji, Słowenii, Szwajcarii, Szwecji, Wielkiej Brytanii oraz we Włoszech. Według badań w Polsce obecność przeciwciał wskazujących na przebycie HGA występuje u 2–5% zdrowych dawców krwi. W zachodniej Norwegii podobną właściwość stwierdzono w 16% przebadanych analogicznych próbek krwi. W Belgii wartość ta waha się na poziomie 14–17%, natomiast w Szwajcarii wynosi tylko 1,13%. Testy na obecność swoistych przeciwciał wskazujących na przebycie HGA nie są rutynowo przeprowadzane wśród dawców

PDF

Bibliografia

Ismail N., Bloch K.C., McBride J.W.: Human ehrlichiosis and anaplasmosis. Clin Lab Med 2010; 30 (1): 261–292. doi:10.1016/j.cll.2009.10.004.

Rikihisa Y.: The tribe Ehrlichieae and ehrlichial diseases. Clin Microbiol Rev 1991; 4(3): 286–308. doi: 10.1128/cmr.4.3.286.

Kmieciak W., Ciszewski M., Szewczyk E.M.: Choroby odkleszczowe w Polsce – występowanie i trudności diagno- styczne. Medycyna pracy 2016; 67(1): 73–87.

Matei I.A., Estrada-Peña A., Cutler S.J. i in.: A review on the eco-epidemiology and clinical management of human granulocytic anaplasmosis and its agent in Europe. Parasit Vectors 2019; 12(1): 599. doi: 10.1186/s13071-019-3852-6.

Jahfari S., Coipan E.C., Fonville M. i in. Circulation of four Anaplasma phagocytophilum ecotypes in Europe. Parasit Vectors 2014; 7: 365. doi: 10.1186/1756-3305-7-365.

Silaghi C., Skuballa J., Thiel C. i in.: The European hedgehog (Erinaceus europaeus) – a suitable reservoir for variants of Anaplasma phagocytophilum? Ticks Tick Borne Dis 2012; 3(1): 49–54. doi: 10.1016/j.ttbdis.2011.11.005.

Bakken J.S., Krueth J.K., Lund T. i in.: Exposure to deer blood may be a cause of human granulocytic ehrlichiosis. Clin Infect Dis 1996; 23(1): 198. doi: 10.1093/clinids/23.1.198. PMID: 8816164.

Brouqui P., Bacellar F., Baranton D. i in.: Guidelines for the diagnosis of tick-borne bacterial diseases in Europe. Clin Microbiol Infect 2004; 10(12): 1108–1132. doi: 10.1111/j. 1469-0691.2004.01019.x.

Horowitz H.W., Kilchevsky E., Haber S. i in.: Perinatal transmission of the agent of human granulocytic ehrlichiosis. N Engl J Med 1998; 339(6): 375–378. doi: 10.1056/ NEJM199808063390604. PMID: 9691104.

Townsend R.L., Moritz E.D., Fialkow L.B. i in.: Probable transfusion-transmission of Anaplasma phagocytophilum by leukoreduced platelets. Transfusion 2014; 54(11): 2828– 2832. doi: 10.1111/trf.12675.

Hayes E.B.: Looking the other way: preventing vector-borne disease among travelers to the United States. Travel Med Infect Dis 2010; 8(5): 277–284. doi: 10.1016/j.tma- id.2010.07.006.

Stuen S.: Anaplasma phagocytophilum – the most widespread tick-borne infection in animals in Europe. Vet Res Commun 2007; 31(Suppl 1): 79–84. doi: 10.1007/s11259-007- 0071-y.

Christova I., Schouls L., van de Pol I. i in.: High prevalence of granulocytic ehrlichiae and Borrelia burgdorferi sensu lato in Ixodes ricinus ticks from Bulgaria. J Clin Microbiol 2001; 39(11): 4172–4174. doi: 10.1128/JCM.39.11.4172- 4174.2001.

Egyed L, Élő P., Sréter-Lancz Z. i in.: Seasonal activity and tick-borne pathogen infection rates of Ixodes ricinus ticks in Hungary. Ticks Tick Borne Dis 2012; 3(2): 90–94. doi: 10.1016/j.ttbdis.2012.01.002. Review of Medical Practice, 2025; Vol. XXXI, No. 250

Rojko T., Ursic T., Avšič-Županc T. i in.: Seroprevalence of human anaplasmosis in Slovene forestry workers. Ann NY Acad Sci 2006; 1078: 92–94. doi: 10.1196/ annals.1374.012.

Bakken J.S., Dumler J.S.: Human granulocytic anaplasmosis. Infect Dis Clin North Am 2015; 29(2): 341–355. doi:10.1016/j.idc.2015.02.007.

Dumler J.S.: The biological basis of severe outcomes in Anaplasma phagocytophilum infection. FEMS Immu- nol Med Microbiol 2012; 64 (1): 13–20. doi: 10.1111/j. 1574-695X.2011.00909.x.

Chapman A.S., Bakken J.S., Folk S.M., i in.: Diagnosis and management of tickborne rickettsial diseases: Rocky Mountain spotted fever, ehrlichioses, and anaplasmosis – United States: a practical guide for physicians and other health-care and public health professionals. MMWR Recomm Rep 2006; 5 (RR–4): 1–27.

Sanchez E., Vannier E., Wormser G.P. i in.: Diagnosis, tre- atment, and prevention of Lyme disease, human granulocytic anaplasmosis, and babesiosis: A Review. JAMA 2016; 315(16): 1767–1777. doi:10.1001/jama.2016.2884.

Aguero-Rosenfeld M.E.: Diagnosis of human granulocytic ehrlichiosis: state of the art. Vector Borne Zoonotic Dis 2002; 2(4): 233–239. doi: 10.1089/153036602321653815.

Siński E.: Pasożytnicze pierwotniaki krwi potencjalnym zagrożeniem bezpieczeństwa krwiodawstwa w świetle donie- sień prezentowanych na konferencji „Aktualne problemy do- tyczące czynników zakaźnych przenoszonych przez krew” (10 marca 2017 r., Warszawa). J Transf Med 2017; 10(2): 67–72.

Krause P.J.: Human babesiosis. Int J Parasitol 2019; 49(2): 165–174. doi: 10.1016/j.ijpara.2018.11.007.

Gray J.S., Estrada-Peña A., Zintl A.: Vectors of babesiosis. Annu Rev Entomol 2019; 64(1): 149–165. doi: 10.1146/an- nurev-ento-011118-111932.

Mosqueda J., Olvera-Ramirez A., Aguilar-Tipacamu G. i in.: Current advances in detection and treatment of babesiosis. Curr Med Chem 2012; 19(10): 1504–1518. doi: 10.2174/092986712799828355.

Fiecek B., Matławska M., Gołąb E. i in.: Ryzyko transmisji chorób zakaźnych przenoszonych przez kleszcze poprzez transfuzję krwi. Post Mikrobiol 2020; 59(2): 129–137. doi: 10.21307/PM-2020.59.2.010.

Gubernot D.M., Lucey C.T., Lee K.C. i in.: Babesia infection through blood transfusions: reports received by the US Food and Drug Administration, 1997–2007. Clin Infect Dis 2009; 48(1): 25–30. doi: 10.1086/595010.

Szymczak J., Syta A., Tołkacz K. i in.: Babeszjoza – nowe wyzwanie w transfuzjologii? J Transf Med 2017; 10(3): 90– 98.

Villatoro T., Karp J.K.: Transfusion – transmitted babesiosis. Arch Pathol Lab Med 2018; 143(1): 130–134. doi: 10.5858/ arpa.2017-0250-RS.

Jalovecka M., Sojka D., Ascencio M. i in.: Babesia life cycle – when phylogeny meets biology. Trends Parasitol 2019; 35(5): 356–368. doi: 10.1016/j.pt.2019.01.007.

Ayoob A.L., Hackner S.G., Prittie J.: Clinical management of canine babesiosis. J Vet Emerg Crit Care (San Antonio) 2010; 20 (1): 77–89. doi: 10.1111/j.1476-4431.2009.00489.x.

Ueti M.W., Johnson W.C., Kappmeyer L.S. i in.: Comparative analysis of gene expression between Babesia bovis blood stages and kinetes allowed by improved genome annotation. Int J Parasitol 2021; 51(2–3): 123–136. doi: 10.1016/j.ijpa- ra.2020.08.006.

Homer M.J., Aguilar-Delfin I., Telford S.R. i in.: Babesio- sis. Clin Microbiol Rev 2000; 13(3): 451–469. doi: 10.1128/ CMR.13.3.451.

Gajda P., Rustecka P., Kalicki B.: Human babesiosis – a little-known tick-borne disease. Pediatr Med Rodz 2015; 11(1): 75–82. doi: 10.15557/PIMR.2015.0006.

Haselbarth K., Tenter A.M., Brade V. i in.: First case of human babesiosis in Germany – clinical presentation and mo- lecular characterisation of the pathogen. Int J Med Microbiol 2007; 297(3): 197–204. doi: 10.1016/j.ijmm.2007.01.002.

European Centre for Disease Prevention and Control (ECDC).: Communicable disease threats report. Babesiosis – United Kingdom 2020. Week 32, 2-8 August 2020, p. 5. https://www.ecdc.europa.eu/sites/default/files/ documents/ Communicable-disease-threats-report-08-aug-2020.pdf (do- stęp: 27.02.2025).

Ord R.L., Lobo C.A.: Human babesiosis: pathogens, prevalence, diagnosis and treatment. Curr Clin Microbiol Rep 2015; 2(4): 173–181. doi: 10.1007/s40588-015-0025-z.

Wójcik-Fatla A., Zając V., Sawczyn A. i in.: Babesia spp. in questing ticks from eastern Poland: prevalence and species diversity. Parasitol Res 2015; 114(8): 3111–3116. doi: 10.1007/s00436-015-4529-5.

Welc-Falęciak R., Pawełczyk A., Radkowski M. i in.: First report of two asymptomatic cases of human infection with Babesia microti (Franca, 1910) in Poland. Ann Agric Environ Med 2015; 22(1): 51–54. doi: 10.5604/12321966.1141394.

Humiczewska M., Kuźna-Grygiel W.: Przypadek importowanej ludzkiej babesiozy. Wiad Parazytol 1997; 43(2): 227– 229.

Krause P.J., Gewurz B.E., Hill D. i in.: Persistent and relapsing babesiosis in immunocompromised patients. Clin Infect Dis 2008; 46(3): 370–376. doi: 10.1086/525852.

Gorenflot A., Moubri K., Precigout E. i in.: Human babesiosis. Ann Trop Med Parasitol 1998; 92(4): 489–501. doi: 10.1080/00034989859465.

Vannier E.G., Diuk-Wasser M.A., Mamoun B.C. i in.: Babesiosis. Infect Dis Clin North Am 2015; 29(2): 357–370. doi: 10.1016/j.idc.2015.02.008.

Krause P.J., Auwaerter P.G., Bannuru R.R. i in.: Clinical practice guidelines by the Infectious Diseases Society of America (IDSA): 2020 Guideline on diagnosis and management of ba- besiosis. Clin Infect Dis 2021; 72(2): e49–e64. doi:10.1093/ cid/ciaa1216.

Vial H.J., Gorenflot A.: Chemotherapy against babesiosis. Vet Parasitol 2006; 138(1–2): 147–160. doi: 10.1016/j.vet-par.2006.01.048.

Tylewska-Wierzbanowska S.: Bartonelozy – nowe zagrożenie dla zdrowia człowieka. Nowa Klinika 2004; 11(7–8): 750–752.

Cheslock M.A., Embers M.E.: Human bartonellosis: an underappreciated public health problem? Trop Med Infect Dis 2019; 4(2): 69. doi: 10.3390/tropicalmed4020069.

Sytykiewicz H., Karbowiak G., Werszko J. i in.: Molecular screening for Bartonella henselae and Borrelia burgdorferi sensu lato co-existence within Ixodes ricinus populations in central and eastern parts of Poland. Ann Agric Environ Med 2012; 19(3): 451–456.

Welc-Falęciak R.: Współczesna wiedza o zakażeniach wywołanych przez pałeczki Bartonella. Przegl Epidemiol 2009; 63: 11–17.

Guz K., Doroszkiewicz W.: Biologia, ekologia i chorobotwórczość pałeczek z rodzaju Bartonella. Post. Mikrobiol 2009; 48(1): 43–54.

Sowula K., Składzień J., Szaleniec J. i in.: Otolaryngological symptoms in patients treated for tick-bor- ne diseases. Otolaryngol Pol 2018; 72(1): 30–34. doi: 10.5604/01.3001.0011.5948.

Podsiadły E., Karbowiak G., Tylewska-Wierzbanowska S.: Presence of Bartonella spp. in Ixodidae ticks. Clin Microbiol Infect 2009; Suppl 2: 120–121. doi: 10.1111/j. 1469-0691.2008.02196.x.

Levytska V.A., Mushinsky A.B., Zubrikova D. i in.: Detection of pathogens in ixodid ticks collected from animals and vege- tation in five regions of Ukraine. Ticks Tick Borne Dis 2021; 12(1): 101586. doi: 10.1016/j.ttbdis.2020.101586.

Podsiadły E., Chmielewski T., Marczak R. i in.: Barto- nella henselae in the human environment in Poland. Scand J Infect Dis 2007; 39(11–12): 956–962. doi: 10.1080/00365540701449385.

Fiecek B., Chmielewski T., Tylewska-Wierzbanowska S.: Zakażenia Bartonella spp. ze szczególnym uwzględnieniem chorób oczu. Post Mikrobiol 2012; 51(1): 47–53.

Chmielewski T., Kuśmierczyk M., Fiecek B. i in.: Tick-borne pathogens Bartonella spp., Borrelia burgdorferi sensu lato, Coxiella burnetii and Rickettsia spp. may trigger endocarditis. Adv Clin Med 2019; 28(7): 937–943. doi: 10.17219/ acem/94159.

Angelakis E., Billeter S.A., Breitschwerdt E.B. i in.: Potential for tick-borne bartonelloses. Emerg Infect Dis 2010; 16(3): 385–391. doi: 10.3201/eid1603.091685.

Angelakis E., Pulcini C., Raoult D.: Scalp eschar and neck lymphadenopathy caused by Bartonella henselae after tick bite. Clin Infect Dis 2010; 50(4): 549–551. doi: 10.1086/650172.

Fiecek B., Chmielewski T., Lewandowska G. i in.: Characteristics of Bartonella spp. infections in Poland in the years 2009-2012 identified in the laboratory of National Institute of Public Health – National Institute of Hygiene. Przegl Epidemiol 2013; 67(4): 637–640, 725–727.

Brouqui P., Raoult D.: Endocarditis due to rare and fastidious bacteria. Clin Microbiol Rev 2001; 14(1): 177–207. doi: 10.1128/CMR.14.1.177-207.2001.

Gouriet F., Fenollar F., Patrice J.Y. i in.: Use of shell-vial cell culture assay for isolation of bacteria from clinical specimens: 13 years of experience. J Clin Microbiol 2005; 43(10). doi: 10.1128/JCM. 43.10.4993-5002.2005.

Okaro U., Addisu A., Casanas B. i in.: Bartonella species, an emerging cause of blood-culture-negative endocarditis. Clin Microbiol Rev 2017; 30(3): 709–746. doi: 10.1128/ CMR.00013-17.

Vayssier-Taussat M., Moutailler S., Michelet L. i in.: Next generation sequencing uncovers unexpected bacterial pa- thogens in ticks in western Europe. PLoS One 2013; 8(11): e81439. doi: 10.1371/ journal.pone.0081439.

Imbimbo C., Karrer U., Wittwer M. i in.: Tularemia in children and adolescents. Pediatr Infect Dis, 2020; 39(12): e435–e438. doi: 10.1097/INF.0000000000002932.

Yeni D.K., Büyük F., Ashraf A. i in.: Tularemia: A re-emerging tick-borne infectious disease. Folia Microbiol (Praha) 2021; 66(1): 1–14. doi: 10.1007/s12223-020-00827-z.

Nigrovic L.E., Wingerter S.L.: Tularemia. Infect Dis Clin North Am 2008; 22(3): 489–504. doi: 10.1016/j.idc.2008.03.004.

Mierzyńska D., Hermanowska-Szpakowicz T.: Tularemia jako potencjalna broń bioterrorystów. Medycyna Pracy 2002; 53(3): 279–281.

Kłapeć T., Cholewa A.: Tularemia – wciąż groźna zoonoza. Med Ogólna Nauki Zdr 2011; 17(3): 155–160.

Świtaj K., Olszyńska-Krowicka M., Żarnowska-Prymek H. i in.: Tularaemia after tick exposure – typical presentation of rare disease misdiagnosed as atypical presentation of common diseases: a case report. Cases J 2009; 2: 7954. doi: 10.4076/1757-1626-2-7954.

Maurin M.: Francisella tularensis, tularemia and serological diagnosis. Front Cell Infect Microbiol 2020; 10: 512090. doi: 10.3389/fcimb.2020.512090.

Moniuszko A., Pancewicz S., Czupryna P. i in.: Postać węzłowa tularemii po pokłuciu przez stawonogi – opis przypadków. Przegl Epidemiol 2010; 64: 73–75.

Czarkowski M.P., Cielebąk E., Kondej B. i in..: Choroby zakaźne i zatrucia w Polsce w 2018 roku. Warszawa: Narodowy Instytut Zdrowia Publicznego Państwowy Zakład Higieny, Zakład Epidemiologii Chorób Zakaźnych i Nadzoru, Główny Inspektorat Sanitarny, Departament Przeciwepidemiczny i Ochrony Sanitarnej Granic; 2019. 1–168.

Czarkowski M.P., Niewęgłowska A., Szmulik-Misiurek K. i in..: Choroby zakaźne i zatrucia w Polsce w 2019 roku. Warszawa: Narodowy Instytut Zdrowia Publicznego Państwowy Zakład Higieny, Zakład Epidemiologii Chorób Zakaźnych i Nadzoru, Główny Inspektorat Sanitarny, Departament Przeciwepidemiczny i Ochrony Sanitarnej Granic; 2020. 1–168.

Czarkowski M.P., Wielgosz U.: Choroby zakaźne i zatrucia w Polsce w 2023 roku. Warszawa: Narodowy Instytut Zdrowia Publicznego Państwowy Zakład Higieny – Państwowy Instytut Badawczy, Zakład Epidemiologii Chorób Zakaźnych i Nadzoru, Główny Inspektorat Sanitarny, Departament Przeciwepidemiczny i Ochrony Sanitarnej Granic; 2024. 1–176.

Potz-Biedermann C., Schwendemann L., Schröppel K. i in.: Ulceroglandular tularemia. J Dtsch Dermatol Ges 2011; 9(10): 806–808. doi: 10.1111/j.1610-0387.2011.07670.x.

Jacob D., Barduhn A., Tappe D. i in.: Outbreak of tularemia in a group of hunters in Germany in 2018 – Kinetics of antibody and cytokine responses. Microorganisms 2020; 8(11): 1645. doi: 10.3390/microorganisms8111645.

Mulligan M.J., Stapleton J.T., Keitel W.A. i in.: Tularemia vaccine: safety, reactogenicity, “Take” skin reactions, and antibody responses following vaccination with a new lot of the Francisella tularensis live vaccine strain – a phase 2 randomized clinical trial. Vaccine 2017; 35(36): 4730-4737. doi: 10.1016/j.vaccine.2017.07.024.

Dennis D.T., Inglesby T.V., Henderson D.A. i in.: Tularemia as a biological weapon: medical and public health management. JAMA 2001; 285(21): 2763–2773. doi: 10.1001/ jama.285.21.2763.

Creative Commons License

Utwór dostępny jest na licencji Creative Commons Uznanie autorstwa – Użycie niekomercyjne – Na tych samych warunkach 4.0 Międzynarodowe.

Prawa autorskie (c) 2025 Review of Medical Practice